什么是脂質(zhì)體？脂質(zhì)體轉染的原理和步驟？
關(guān)鍵詞：細胞實(shí)驗外包 細胞培養 實(shí)驗室 細胞轉染 質(zhì)粒轉染 脂質(zhì)體轉染 第三方檢測機構
細胞轉染的方法主要包括：電穿孔法、顯微注射、基因槍、磷酸鈣共沉淀法、脂質(zhì)體轉染法、多種陽(yáng)離子物質(zhì)介導、病毒介導的轉染等，理想的細胞轉染方法是具有高轉染效率、對細胞的毒性作用小等。
一、脂質(zhì)體 (liposome) 轉染方法原理
脂質(zhì)體 (liposome) 轉染方法原理：脂質(zhì)體 ((Iiposome) 作為體內和體外輸送載體的工具，已經(jīng)研究的十分廣泛，用合成的陽(yáng)離子脂類(lèi)包裹 DNA，同樣可以通過(guò)融合而進(jìn)入細胞。使用脂質(zhì)體將 DNA 帶入不同類(lèi)型的真核細胞，與其它方法相比，有較高的效率和較好的重復性。
中性脂質(zhì)體是利用脂質(zhì)膜包裹 DNA，借助脂質(zhì)膜將 DNA 導入細胞膜內。帶正電的陽(yáng)離子脂質(zhì)體，DNA 并沒(méi)有預先包埋在脂質(zhì)體中，而是帶負電的 DNA 自動(dòng)結合到帶正電的脂質(zhì)體上，形成 DNA-陽(yáng)離子脂質(zhì)體復合物，從而吸附到帶負電的細胞膜表面，經(jīng)過(guò)內吞被導入細胞。
二、脂質(zhì)體轉染操作步驟
1、操作步驟 [方法一]：
(1) 細胞培養：取 6 孔培養板 (或用 35 mm 培養皿)，向每孔中加入 2 mL 含 1～2×105 個(gè)細胞培養液，37℃ CO2 培養至 40%～60% 匯合時(shí) (匯合過(guò)分，轉染后不利篩選細胞)。
(2) 轉染液制備：在聚苯乙稀管中制備以下兩液 (為轉染每一個(gè)孔細胞所用的量)A 液：用不含血清培養基稀釋 1-10 μg DNA，終量 100μL，B 液：用不含血清培養基稀釋 2-50 μgLR，終量 100μL，輕輕混合 A、B 液，室溫中置 10-15 分鐘，稍后會(huì )出現微濁現象，但并不妨礙轉染 (如出現沉淀可能因 LR 或 DNA 濃度過(guò)高所致，應酌情減量)。
(3) 轉染準備：用 2 mL 不含血清培養液漂洗兩次，再加入 1 mL 不含血清培養液。
(4) 轉染：把 A/B 復合物緩緩加入培養液中，搖勻，37℃ 溫箱置 6～24 小時(shí)，吸除無(wú)血清轉染液，換入正常培養液繼續培養。
(5) 其余處理如觀(guān)察、篩選、檢測等與其它轉染法相同。
注意：轉染時(shí)切勿加血清，血清對轉染效率有很大影響。
2、快速脂質(zhì)體轉染法操作步驟如下 [方法二]：
(1) 以 5×105 細胞/孔接種 6 孔板 (或 35 mm 培養皿) 培養 24 小時(shí)，使其達到 50～60% 板底面積。
(2) 在試管中配制 DNA/脂質(zhì)體復合物方法如下：
①在 1 mL 無(wú)血清 DMEM 中稀釋 PSV2-neo 質(zhì)粒 DNA 或供體 DNA。
②旋轉 1 秒鐘，再加入脂質(zhì)體懸液，旋轉。
③室溫下放置 5～10 分鐘，使 DNA 結合在脂質(zhì)體上。
(3) 棄去細胞中的舊液，用 1 mL 無(wú)血清 DMEM 洗細胞一次后棄去，向每孔中直接加入 1 mL DNA/脂質(zhì)體復合物，37℃ 培養 3～5 小時(shí)。
(4) 再于每孔中加入 20%FCS 的 DMEM，繼續培養 14～24 小時(shí)，
(5) 吸出 DMEM/DNA/脂質(zhì)體混合物加入新鮮 10%FCS 的 DMEM，2 mL/孔，再培養 24～48 小時(shí)。
(6) 用細胞刮或消化法收集細胞，以備分析鑒定。
3、穩定的脂質(zhì)體轉染方法如下：
(1) 接種細胞同前，細胞長(cháng)至 50% 板底面積可用于轉染。
(2)DNA/脂質(zhì)體復合物制備轉染細胞同前 (2)、(3) 步驟。
(3) 在每孔中加入 1 mL、20%FCS 的 DMEM，37℃ 培養 48 小時(shí)。
(4) 吸出 DMEM，用 G418 選擇培養液稀釋細胞，使細胞生長(cháng)一定時(shí)間，篩選轉染克隆，方法參照細胞克隆篩選法進(jìn)行。
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